Amaç: Farklı cins Gram-negatif bakterilerin aynı ortamda üretilmesi sonucu oluşturulan biyofilm miktarlarında meydana gelebilecek farklılıklar ile bunun siprofloksasine olan duyarlılığa etkisinin araştırılması amaçlandı. Gereç ve Yöntemler: Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae ve Pseudomonas aeruginosa standart suşlarının siprofloksasine olan duyarlılıkları disk difüzyon ve mikrodilüsyon yöntemiyle belirlendi. Ayrıca bu bakterilerle oluşturulan ikili-üçlü karışık kültürlerin de siprofloksasine duyarlılığı mikrodilüsyon yöntemiyle araştırıldı. Her bir suşun ayrı ayrı ve ikili-üçlü karışımlarıyla hazırlanan kültürlerin biyofilm oluşturma düzeyi siprofloksasin uygulanmadan önce ve sonra kristal viyole yöntemiyle test edildi. Bulgular: E. coli, K. pneumoniae ve P. aeruginosa için siprofloksasin minimum inhibitör konsantrasyonları sırasıyla 0,008 mg/L; 0,016 mg/L ve 0,250 mg/L olarak tespit edildi. Siprofloksasin inhibisyon zon çapları her üç bakteri için de 30 mm'nin üzerindeydi. Karışımlar için siprofloksasin minimum inhibitör konsantrasyonları, E. coli+K. pneumoniae kültüründe 0,016 mg/L, P. aeruginosa'nın diğer iki bakteri ile ikili ve üçlü karışımlarında ise 0,250 mg/L olarak tespit edildi. Siprofloksasin uygulamasından önce ve minimum inhibitör konsantrasyonlarının altındaki değerlerde hem tek hem karışık bakteri kültürlerinde güçlü düzey biyofilm oluşumu saptandı. Minimum inhibitör konsantrasyon ve üzerindeki değerlerde ise biyofilm oluşmadı veya zayıf biyofilm oluşumu gözlendi. Sonuç: Doğal koşullardaki gibi farklı bakterilerin bir araya gelmesiyle oluşturulan kültürlerdeki biyofilm düzeylerinin ve siprofloksasine olan duyarlılığın değişiminin araştırıldığı bu çalışmada, biyofilm oluşturan mikroorganizmalarla mücadeleye katkı sağlayabilecek bazı ön verilere ulaşıldığından biyofilmle ilişkili enfeksiyonların tedavisine yönelik benzer ve ileri çalışmalar için yol gösterici olacağı düşünülmektedir.
Anahtar Kelimeler: Biyofilmler; siprofloksasin; Gram negatif bakteriyel enfeksiyonlar
Objective: It was aimed to investigate the differences that may occur in the amount of biofilm formed due to growing different types of Gram-negative bacteria in the same environment and the effect of this on the susceptibility to ciprofloxacin. Material and Methods: The susceptibility of Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae and Pseudomonas aeruginosa standard strains to ciprofloxacin were determined by disk diffusion and microdilution method. In addition, the susceptibilities of double-triple mixed cultures formed with these bacteria to ciprofloxacin were investigated by microdilution method. Biofilm formation levels of cultures prepared with separate and double-triple mixtures of each strain were tested by crystal violet method before and after ciprofloxacin application. Results: The minimum inhibitory concentrations of ciprofloxacin to E. coli, K. pneumoniae and P. aeruginosa were determined as 0.008 mg/L, 0.016 mg/L and 0.250 mg/L, respectively. The ciprofloxacin inhibition zone diameters were over 30 mm for all three bacteria. Minimum inhibitory concentrations of ciprofloxacin for the mixtures, E. coli+K. pneumoniae culture, it was determined as 0.016 mg/L, and 0.250 mg/L in double and triple mixtures of P. aeruginosa with the other two bacteria. Strong biofilm formation was detected in both single and mixed bacterial cultures before ciprofloxacin administration and at values below the minimum inhibitory concentrations. At the minimum inhibitory concentration and above, no biofilm was formed or weak biofilm formation was observed. Conclusion: In this study, which investigated the change in biofilm levels and susceptibility to ciprofloxacin in cultures formed by the combination of different bacteria as in natural conditions, it is thought that it will be a guide for similar and advanced studies on the treatment of biofilm-related infections, since some preliminary data that can contribute to the fight against biofilm-forming microorganisms have been reached.
Keywords: Biofilms; ciprofloxacin; Gram-negative bacterial infections
- Beğendik F. İnfeksiyon hastalıkları ve klinik mikrobiyolojide biyofilm [Biofilms in infectious diseases and clinical microbiology]. Flora. 2003;8(4):271-7. [Link]
- Kam Hepdeniz Ö, Seçkin Ö. Dinamik mikrobiyal bir yaşam: oral biyofilm [A dynamics microbial life: oral biofilm]. Süleyman Demirel Üni SBE Derg. 2017;8(3):47-55. [Crossref]
- Gün İ, Ekinci FY. Biyofilmler: yüzeylerdeki mikrobiyal yaşam [Biofilms: microbial life on surfaces]. Gıda. 2009;34(3):165-73. [Link]
- Temel A, Eraç B. Bakteriyel biyofilmler: saptama yöntemleri ve antibiyotik direncindeki rolü [Bacterial biofilms: detection methods and role in antibiotic resistance]. TMC Derg. 2018;48(1):1-13. [Link]
- Breakpoint tables for interpretation of MICs and zone diameters. The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing-EUCAST, 2020, Version 10.0. (Cited: 20.02.2020) [Link]
- Routine and extended internal quality control for MIC determination and disk diffusion as recommended by EUCAST. The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing-EUCAST, 2020, Version 10.0. (Cited: 20.02.2020) [Link]
- Passerini de Rossi B, García C, Calenda M, Vay C, Franco M. Activity of levofloxacin and ciprofloxacin on biofilms and planktonic cells of Stenotrophomonas maltophilia isolates from patients with device-associated infections. Int J Antimicrob Agents. 2009;34(3):260-4. [Crossref] [PubMed]
- Zhuo C, Zhao QY, Xiao SN. The impact of spgM, rpfF, rmlA gene distribution on biofilm formation in Stenotrophomonas maltophilia. PLoS One. 2014;9(10):e108409. [Crossref] [PubMed] [PMC]
- Gülay Z. Kinolonlarda direnç problemi [Resistance problem in quinolones]. ANKEM Derg. 2002;16(3):232-7. [Link]
- Thet NT, Wallace L, Wibaux A, Boote N, Jenkins ATA. Development of a mixed-species biofilm model and its virulence implications in device related infections. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 2019;107(1):129-37. [Crossref] [PubMed]
- Ceyhan Güvensen N, Ekmekcioğlu S. Biyofilm kontrolünde biyositler ve etki tarzları [Biocides and their mode of action in biofilm control]. Elektronik Mikrobiyol Derg TR. 2016;14(1):1-19. [Link]
- Onbaşlı D, Yuvalı Çelik G, Ökçesiz A. Mikrobiyal biyofilmlere karşı yeni antibiyofilm stratejileri ve nanoteknolojik yaklaşımlar [New antibiofilm strategies and nanotechnological approaches against microbial biofilms]. J Health Sci. 2017;26(3):262-6. [Link]
- Nirwati H, Sinanjung K, Fahrunissa F, Wijaya F, Napitupulu S, Hati VP, et al. Biofilm formation and antibiotic resistance of Klebsiella pneumoniae isolated from clinical samples in a tertiary care hospital, Klaten, Indonesia. BMC Proc. 2019;13(Suppl 11):20. [Crossref] [PubMed] [PMC]
- Qu Y, Locock K, Verma-Gaur J, Hay ID, Meagher L, Traven A. Searching for new strategies against polymicrobial biofilm infections: guanylated polymethacrylates kill mixed fungal/bacterial biofilms. J Antimicrob Chemother. 2016;71(2):413-21. [Crossref] [PubMed]
- Dean SN, Walsh C, Goodman H, van Hoek ML. Analysis of mixed biofilm (Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa) by laser ablation electrospray ionization mass spectrometry. Biofouling. 2015;31(2):151-61. [Crossref] [PubMed]
- Cendra MDM, Blanco-Cabra N, Pedraz L, Torrents E. Optimal environmental and culture conditions allow the in vitro coexistence of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus in stable biofilms. Sci Rep. 2019;9(1):16284. [Crossref] [PubMed] [PMC]
- Booth SC, Rice SA. Influence of interspecies interactions on the spatial organization of dual species bacterial communities. Biofilm. 2020;2:100035. [Crossref] [PubMed] [PMC]
- Öztürk ŞB, Ertuğrul MB, Çörekli E. Diyabetik ayak enfeksiyonlarında etken bakteriler ve biyofilm oluşturma oranları [Bacterial agents in diabetic foot infections and their biofilm formation rates]. TMC Derg. 2017;47(1):33-8. [Link]
.: Process List